鱼（海水）全血淋巴细胞分离液KIT价格,详情介绍-960化工网

鱼（海水）全血淋巴细胞分离液KIT

价格：￥750

品牌：TBD

产地：天津

最新更新日期：2022-07-01 16:57

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上海研谨生物科技有限公司

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公司：上海研谨生物科技有限公司

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产品属性

产品说明

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鱼外周血淋巴细胞分离液实验方法
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鱼（海水）全血淋巴细胞分离液KIT
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技术文档编号：TBD0017SOP
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【产品规格】
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200ml/Kit
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【产品组成】
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为方便广大用户使用，试剂内容如下：
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\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
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【实验前准备】
\xa0
适用仪器：最大离心力可达 1200g\xa0的水平转子离心机
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【检验方法】
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全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。
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首先取抗凝血按体积比 1:1\xa0的比例与样本稀释液（产品编号：2010C1119）混匀，根据
\xa0
稀释后的样本量大小，分以下两种情况：
\xa0
情况 A：稀释后的血液样本量小于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

\xa0
\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0
【储存条件及有效期】
\xa0
常温保存，有效期 2\xa0年。本品易感染细菌，需无菌条件操作。无菌条件下操作，启
\xa0
封后置常温保存。如 4℃保存，本分离液易出现白色结晶，影响分离效果。
\xa0
【参考值（参考范围）】
\xa0
本实验淋巴细胞提取率及纯度均大于 80%。
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下表为成年人外周血中各种细胞的数量及比例，用户可适当进行参考。
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\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

C.原位杂交技术
\xa0
D.PCR 技术
\xa0
\xa0\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0
注：在对离心条件进行调整时，离心转速的加减以 50-100g\xa0为基数，直至达到最佳分离效果，
\xa0
离心力最小不得小于 400g，最大不得大于 1200g。离心时间以 20-30min\xa0为准。
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\xa0	名称	产品编号	规格
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A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
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B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
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C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
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取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

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离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

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用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

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弃上清。

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用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

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重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

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情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
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取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

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将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

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剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

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分离图例

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【注意事项】
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全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

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本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

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吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

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吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

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如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
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\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

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所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

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所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
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\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
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离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
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\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
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2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
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心时间，对离心转速进行调整。
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本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
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A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
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B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
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C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
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取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

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用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

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离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

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用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

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弃上清。

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用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

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重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

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情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
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取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

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将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

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剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

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【注意事项】
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全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

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本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

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吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

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吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

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如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
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\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

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所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

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所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
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\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
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离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
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\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
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2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
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心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
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A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
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B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
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C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
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取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

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用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

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离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

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用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

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弃上清。

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用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

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重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

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情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

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剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

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分离图例

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【注意事项】
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全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

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本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

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吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

\xa0
\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
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B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
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C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
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取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

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分离图例

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\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
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C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
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取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

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弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

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\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

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所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
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\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

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\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
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\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

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所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

\xa0
\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

\xa0
\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
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C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

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\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

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\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
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【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

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所获得淋巴细胞的培养技术。

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所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

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所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
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\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
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\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
\xa0
心时间，对离心转速进行调整。
\xa0

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

\xa0

弃上清。

\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

\xa0
情况 B：稀释后的血液样本量大于等于 5ml\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

\xa0

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

\xa0
分离图例

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\xa0

【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

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鱼鱼外周血淋巴细胞分离液实验方法外周血淋巴细胞分离液实验方法
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鱼（海水）全血淋巴细胞分离液KIT
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技术文档编号：技术文档编号：TBD0017SOP
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【产品规格】【产品规格】
\xa0
200ml/Kit
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【产品组成】【产品组成】
\xa0
为方便广大用户使用，试剂内容如下：
\xa0\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t

\xa0	名称	产品编号	规格
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
A	XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液	\xa0	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
B	样本稀释液（赠品）	2010C1119	200ml
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
C	清洗液（赠品）	2010X1118	200ml
D	说明书	\xa0	1 份
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t名称\t\t\t产品编号\t\t\t规格\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\tA\t\t\tXXXX 动物外周血淋巴细胞分离液\t\t\t\xa0\t\t\t200ml\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\tB\t\t\t样本稀释液（赠品）\t\t\t2010C1119\t\t\t200ml\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\tC\t\t\t清洗液（赠品）\t\t\t2010X1118\t\t\t200ml\t\t\t\t\t\t\tD\t\t\t说明书\t\t\t\xa0\t\t\t1 份\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t名称\t\t\t产品编号\t\t\t规格\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t名称名称名称\t\t\t产品编号产品编号产品编号\t\t\t规格规格规格\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\tA\t\t\tXXXX 动物外周血淋巴细胞分离液\t\t\t\xa0\t\t\t200ml\t\t\t\t\tAAA\t\t\tXXXX 动物外周血淋巴细胞分离液XXXX 动物外周血淋巴细胞分离液\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t200ml200ml\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\tB\t\t\t样本稀释液（赠品）\t\t\t2010C1119\t\t\t200ml\t\t\t\t\tBBB\t\t\t样本稀释液（赠品）样本稀释液（赠品）\t\t\t2010C11192010C1119\t\t\t200ml200ml\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\tC\t\t\t清洗液（赠品）\t\t\t2010X1118\t\t\t200ml\t\t\t\t\tCCC\t\t\t清洗液（赠品）清洗液（赠品）\t\t\t2010X11182010X1118\t\t\t200ml200ml\t\t\t\t\t\t\tD\t\t\t说明书\t\t\t\xa0\t\t\t1 份\t\t\t\t\tDDD\t\t\t说明书说明书\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t1 份1 份\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0
【实验前准备】【实验前准备】
\xa0
适用仪器：最大离心力可达 1200g\xa0的水平转子离心机
\xa0
【检验方法】【检验方法】
\xa0
全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。
\xa0
首先取抗凝血按体积比 1:1\xa0的比例与样本稀释液（产品编号：2010C1119）混匀，根据
\xa0
稀释后的样本量大小，分以下两种情况：
\xa0
情况情况 AA：稀释后的血液样本量小于：稀释后的血液样本量小于 5ml5ml\xa0时，实验方法如下：\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。

取一支 15ml\xa0离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液（注：分离液最少不得少于 3ml）。\xa0

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。

用吸管小心吸取稀释后的血液样本加于分离液液面上，400-500g，离心 20-30min（注：根据血液样本量确定离心条件，血液样本量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果）。\xa0

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。

离心后，此时离心管中由上至下分为四层。第一层为血浆层。第二层为环状乳白色淋巴细胞层。第三层为透明分离液层。第四层为红细胞层。\xa0

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。
250g，离心\xa010min。

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。

用吸管小心吸取第二层环状乳白色淋巴细胞层到另一 15ml\xa0离心管中，往所得离心管中加入 10ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118），混匀细胞。\t

250g，离心\xa010min。

250g，离心\xa010min。\xa0

弃上清。

弃上清。

弃上清。\xa0

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

用吸管以 5ml\xa0清洗液（产品编号：2010X1118）重悬所得细胞。

250g，离心\xa010min。

250g，离心\xa010min。

250g，离心\xa010min。\xa0

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。

重复 6、7、8，弃上清后以 0.5ml\xa0后续实验所需相应液体重悬细胞。\xa0
情况情况 BB：稀释后的血液样本量大于等于：稀释后的血液样本量大于等于 5ml5ml\xa0时，实验方法如下：\xa0时，实验方法如下：
\xa0

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。

取一支适当的离心管，先加入与稀释后样本等量的分离液。\xa0

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

将经稀释后的血液样本小心加于分离液之液面上，550-650g（最大离心力可至 1000g），离心 20-30min。（注：根据血液样本量确定离心条件，血液量越多，离心力越大，离心时间越长，具体离心条件需客户自行摸索，以达到最佳分离效果。加入血液样本后，样本及分离液总体积不得超过离心管总体积的三分之二）。

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。

剩余步骤同“情况 A”中步骤 3\xa0至步骤 9。\xa0
分离图例

\xa0
\xa0

【注意事项】【注意事项】
\xa0

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。

全过程样本、试剂及实验环境均需在 20±2℃的条件下进行。为获得最佳的实验结果，最好在取血 2h\xa0内进行实验，血液存放时间越长，细胞分离效果越差。血液放置超过 6h\xa0后分离效果更差甚至不能达到分离目的。\xa0

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。

本实验最好不要使用高聚合材质（如聚苯乙烯）的塑料制品，应使用无静电、低静电离心管及未经碱处理过后的玻璃制品，因为静电作用将导致细胞贴壁、碱处理的玻璃表面会变成毛面，影响细胞分离效果。\xa0

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。

吸取过多的淋巴细胞层及分离液层会导致分离液交界处的粒细胞被吸出从而使混杂的粒细胞数量增加。\xa0

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。

吸取过多的淋巴细胞层上层溶液会导致血浆蛋白及血小板混杂。\xa0

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。

如所实验后细胞得率或活性过低，请联系上海研谨生物技术人员以寻求帮助。\xa0
【储存条件及有效期】【储存条件及有效期】
\xa0
常温保存，有效期 2\xa0年。本品易感染细菌，需无菌条件操作。无菌条件下操作，启
\xa0
封后置常温保存。如 4℃保存，本分离液易出现白色结晶，影响分离效果。
\xa0
【参考值（参考范围）】【参考值（参考范围）】
\xa0
本实验淋巴细胞提取率及纯度均大于 80%。
\xa0
下表为成年人外周血中各种细胞的数量及比例，用户可适当进行参考。
\xa0\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t

\xa0	红细胞	\xa0	白细胞	\xa0	血小板
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	（4.0-10.0）×10⁹			\xa0
含量（个/L）	（4.0-5.5）×10¹²	中性粒细胞	淋巴细胞	单核细胞	（1.0-3.0）×10¹¹
\xa0	\xa0	50%-70%	20%-40%	3%-8%	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
【相关实验技术方案】		\xa0	\xa0	\xa0	\xa0

\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t红细胞\t\t\t\xa0\t\t\t白细胞\t\t\t\xa0\t\t\t血小板\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t（4.0-10.0）×10⁹\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t含量（个/L）\t\t\t（4.0-5.5）×10¹²\t\t\t中性粒细胞\t\t\t淋巴细胞\t\t\t单核细胞\t\t\t（1.0-3.0）×10¹¹\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t50%-70%\t\t\t20%-40%\t\t\t3%-8%\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t【相关实验技术方案】\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t红细胞\t\t\t\xa0\t\t\t白细胞\t\t\t\xa0\t\t\t血小板\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t红细胞红细胞\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t白细胞白细胞\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t血小板血小板\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t（4.0-10.0）×10⁹\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t（4.0-10.0）×10⁹（4.0-10.0）×10⁹9\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t含量（个/L）\t\t\t（4.0-5.5）×10¹²\t\t\t中性粒细胞\t\t\t淋巴细胞\t\t\t单核细胞\t\t\t（1.0-3.0）×10¹¹\t\t\t\t\t含量（个/L）含量（个/L）\t\t\t（4.0-5.5）×10¹²（4.0-5.5）×10¹²12\t\t\t中性粒细胞中性粒细胞\t\t\t淋巴细胞淋巴细胞\t\t\t单核细胞单核细胞\t\t\t（1.0-3.0）×10¹¹（1.0-3.0）×10¹¹11\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t50%-70%\t\t\t20%-40%\t\t\t3%-8%\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t50%-70%50%-70%\t\t\t20%-40%20%-40%\t\t\t3%-8%3%-8%\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t【相关实验技术方案】\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t【相关实验技术方案】【相关实验技术方案】【相关实验技术方案】\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0

所获得淋巴细胞的培养技术。

所获得淋巴细胞的培养技术。

所获得淋巴细胞的培养技术。\xa0

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。

所获得淋巴细胞的核酸提取技术。\xa0

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术

所获得淋巴细胞的鉴定方法A.流式细胞技术B.免疫组化技术C.原位杂交技术
\xa0
D.PCR 技术
\xa0
\xa0\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t\t

【可能存在的问题及解决方法】		\xa0	\xa0	\xa0
1.	由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	出现情况	出现原因	\xa0	建议解决方案
\xa0		\xa0		\xa0
离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层		转速过小或离心时间过短		适当增减转速
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长
\xa0	离心后目的细胞存在于分离液中	转速过大或离心时间过长		\xa0
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层弥散	细胞密度过大	\xa0	调整细胞密度
\xa0	\xa0	\xa0	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0
\xa0	离心后白环层太浅或看不见	细胞密度过小	\xa0	\xa0
\xa0	\xa0	\xa0		\xa0
2.	本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地

\t\t\t\t\t\t【可能存在的问题及解决方法】\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t1.\t\t\t由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t出现情况\t\t\t出现原因\t\t\t\xa0\t\t\t建议解决方案\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层\t\t\t转速过小或离心时间过短\t\t\t适当增减转速\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t离心后目的细胞存在于分离液中\t\t\t转速过大或离心时间过长\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t离心后白环层弥散\t\t\t细胞密度过大\t\t\t\xa0\t\t\t调整细胞密度\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t离心后白环层太浅或看不见\t\t\t细胞密度过小\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\t\t2.\t\t\t本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地\t\t\t\t\t\t\t\t【可能存在的问题及解决方法】\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t【可能存在的问题及解决方法】【可能存在的问题及解决方法】【可能存在的问题及解决方法】\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t1.\t\t\t由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：\t\t\t\t\t1.1.\t\t\t由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：由于血液粘度、细胞密度等差异可能造成的问题及解决方案如下表所示：\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t出现情况\t\t\t出现原因\t\t\t\xa0\t\t\t建议解决方案\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t出现情况出现情况\t\t\t出现原因出现原因\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t建议解决方案建议解决方案\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层\t\t\t转速过小或离心时间过短\t\t\t适当增减转速\t\t\t\t\t离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层离心后目的细胞存在于血浆层或稀释液层\t\t\t转速过小或离心时间过短转速过小或离心时间过短\t\t\t适当增减转速适当增减转速\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t离心后目的细胞存在于分离液中\t\t\t转速过大或离心时间过长\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t离心后目的细胞存在于分离液中离心后目的细胞存在于分离液中\t\t\t转速过大或离心时间过长转速过大或离心时间过长\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t离心后白环层弥散\t\t\t细胞密度过大\t\t\t\xa0\t\t\t调整细胞密度\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t离心后白环层弥散离心后白环层弥散\t\t\t细胞密度过大细胞密度过大\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t调整细胞密度调整细胞密度\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t离心后白环层太浅或看不见\t\t\t细胞密度过小\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t离心后白环层太浅或看不见离心后白环层太浅或看不见\t\t\t细胞密度过小细胞密度过小\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\xa0\t\t\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\xa0\xa0\t\t\t\t\t\t\t2.\t\t\t本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地\t\t\t\t\t2.2.\t\t\t本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地本分离液分离细胞的原理为密度梯度离心，其密度与温度、大气压等密切相关。不同地\t\t\t
区客户可根据当地情况对离心条件进行适当调整。建议对离心条件进行调整时，恒定离
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心时间，对离心转速进行调整。
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本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。

本分离液依照国际标准，全部使用药用级原料，性能指标与国产同类产品略有不同，可能出现红细胞沉降不完全的情况，可以适当加大离心转速。\xa0
注：在对离心条件进行调整时，离心转速的加减以 50-100g\xa0为基数，直至达到最佳分离效果，
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离心力最小不得小于 400g，最大不得大于 1200g。离心时间以 20-30min\xa0为准。