本试剂盒适用于从植物组织和植物干粉中提取总DNA，包括基因组DNA，线粒体DNA及叶绿体DNA。本制品可以处理多至100mg的样本，可纯化获得最大为50kb的DNA，多数片段在20～30kb之间。本试剂盒采用先进的硅胶膜技术和简单的离心程序，无需乙醇沉淀，简单快速地分离得到高纯度的DNA，有效去除PCR和其他酶促反应的抑制剂。本制品可以在1小时内完成总DNA的提取，纯化得到的DNA可以直接用于酶切、PCR、Real-Time PCR、文库构建、Southern Blot、分子标记等下游实验。
1．样品应避免反复冻融，否则会导致提取的DNA片段较小且提取量下降。
2．Buffer GP1在使用前请加入β-巯基乙醇，1mL Buffer GP1加1μL β-巯基乙醇。加入β巯基乙醇的Buffer GP1室温可保存1个月。
3．第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer GW1和Buffer GW2中加入无水乙醇。
4．使用前请检查Buffer GP1和Buffer GP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将Buffer GP1和Buffer GP2于65℃水浴重新溶解。
5．如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在加入Buffer GP1孵育后，加入4μL DNase-Free的RNase A（100mg/mL），RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购
RNase A溶液(100mg/mL)(货号：WE0225)。
1．取植物新鲜组织约100mg或干重组织约20mg，加入液氮充分研磨。
2．将研磨后的粉末收集到离心管（自备）中，加入
700μL 65℃预热的Buffer GP1（使用前在预热的Buffer GP1中加入β-巯基乙醇，使其终浓度为0.1%），迅速颠倒混匀后，将离心管置于65℃水浴20分钟，水浴过程中颠倒离心管混匀样品数次。
注意：
如需去除RNA，可在上述步骤完成后，加入4μL浓度为100mg/mL的RNase A溶液(100mg/mL)(货号：WE0225)，震荡混匀，室温放置5～10分钟。 3．加入
700μL氯仿，充分混匀，12000rpm（~13400×g）离心5分钟。
4．小心将上层水相转入一新的离心管（自备）中，加入
700μL Buffer GP2，充分混匀。
5．将步骤4中所得溶液全部加入到已装入收集管的吸附柱DM中。若一次不能加完溶液，可分多次转入。12000rpm离心1分钟，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
6．向吸附柱中加入
500μL Buffer GW1（使用前检查是否已加入无水乙醇），12000rpm离心1分钟，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
7．向吸附柱中加入
500μL Buffer GW2（使用前检查是否已加入无水乙醇），12000rpm离心1分钟，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。
注意：如需进一步提高DNA纯度，可重复步骤7.
8．12000rpm离心2分钟，倒掉收集管中的废液。将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。
注意：
这一步的目的是将吸附柱中残余的乙醇去除，乙醇的残留会影响后续的酶促反应（酶切、PCR等）。 9．将吸附柱置于一个新的离心管（自备）中，向吸附柱的中间部位悬空加入50～100μL Buffer GE或灭菌水，室温放置2～5分钟，12000rpm离心1分钟，收集DNA溶液，-20℃保存DNA。
注意：
a．如果下游实验对pH值或EDTA敏感，可以用灭菌水洗脱。洗脱液的pH值对洗脱效率有很大影响，若用水做洗脱液应保证其pH值在7.0～8.5（可以用NaOH将水的pH值调到此范围），pH值低于7.0时洗脱效率不高。
b．离心之前室温孵育5分钟可以增加产量。
c．用另外的50～100μL Buffer GE或灭菌水再次洗脱可以增加产量。
d．如果要提高DNA的终浓度，可以将步骤9所得的DNA洗脱液重新加至吸附膜上，重复步骤9；若洗脱体积小于100μL，可以增加DNA的终浓度，但可能会减少总产量。如果DNA的量小于1μg，推荐用50μL Buffer GE或灭菌水洗脱。
e．因为保存在水中的DNA会受到酸性水解作用的影响，如需长期保存，推荐用Buffer GE洗脱并于-20℃保存。
