AB—PAS Staining Kit 

AB-PAS 染色试剂盒

阿利新蓝 (Alcian Blue) 染色的基本原理是在酸性条件下，染料中的阳离子与组织中带负电荷的酸性基团结合。当染色体系 pH 为 2.5 时，组织中的羧基 (—COO^-) 能够电离并与阿利新蓝中的阳离子形成盐键，使含羧基的酸性黏多糖和酸性黏蛋白 (如透明质酸、上皮酸性黏蛋白等) 被染成蓝色；而中性黏蛋白则通常不与阿利新蓝发生反应，因此不会着色。

PAS (Periodic Acid–Schiff) 染色的基本原理是利用过碘酸 (Periodic Acid) 作为强氧化剂，能够特异性地氧化糖类分子中的 1,2-乙二醇基 (vicinal diol)，使其氧化生成醛基 (aldehyde)。生成的醛基随后与 Schiff 试剂发生反应，形成稳定的品红色 (紫红色) 化合物，从而在显微镜下呈现特征性的红紫色染色信号。通过该反应，可清晰显示组织中富含多糖或糖复合物的结构。

MCE AB—PAS 染色试剂盒结合阿利新蓝染色与 PAS 染色两种方法，可在同一组织切片中同时检测并区分不同类型的黏液物质。其中，酸性黏蛋白通常呈蓝色，中性黏蛋白呈红色或紫红色，而同时含有酸性与中性成分的黏液物质可呈现不同程度的紫色或紫蓝色。该方法常用于组织学和病理学研究中黏蛋白类型的鉴别及分布观察。

Alcian Blue 染色液，过碘酸溶液，Schiff 试剂：4°C，1 年。避光保存

苏木素染色液，乙醇分化液 (酸性)，蓝化液：RT，1 年

试剂准备

1. 固定液：10% 福尔马林

2. 其他试剂：二甲苯、中性树胶或封片剂、梯度乙醇、蒸馏水等

操作步骤

1. 脱蜡与水化：石蜡切片依次经二甲苯脱蜡后，通过梯度乙醇处理，再置于蒸馏水中完成水化。

2. Alcian Blue 染色：将切片置于 Alcian Blue 染色液中室温染色 10-20 min。

3. 清洗：用蒸馏水冲洗切片 3 次，每次 1-2 min。

4. 过碘酸氧化：将切片置于过碘酸溶液中，室温孵育 5 min。

5. Schiff 试剂染色：将切片置于 Schiff 试剂中，室温避光染色 10-20 min。

6. 清洗：用自来水冲洗切片 10 min。

7. (可选) 苏木素复染：将切片置于苏木素染色液中染色 1-2 min，用于细胞核复染。

8. 分化：将切片置于酸性乙醇分化液中分化 2-5 s，随后用水冲洗。

9. 返蓝处理：将切片置于返蓝液中反蓝处理，随后用水冲洗 3 min。

10. 脱水、透明与封片：切片依次经梯度乙醇脱水，再用二甲苯透明处理，最后使用中性树胶或封片剂封片，显微镜下观察结果。

染色结果判读

1. 糖原、中性黏蛋白及糖蛋白：呈紫红色。

2. 酸性黏蛋白：呈蓝色。

3. 蛋白多糖和透明质酸：呈蓝色。

注：同时含有中性黏蛋白和酸性黏蛋白的细胞或组织，可呈现不同程度的蓝紫色至紫色。

1. 乙醇挥发性较强，梯度乙醇溶液建议现配现用，以保证脱水效果的稳定性。

2. 切片脱蜡应尽量彻底，否则会影响染色效果。

3. 过碘酸氧化时间不宜过长，最佳氧化温度为 18-22°C。

4. 过碘酸溶液和 Schiff 试剂应密闭保存于 4°C，使用时避免过多阳光和空气。使用前建议提前 30 min 取出至室温，并避光操作。

5. 酸性乙醇分化液应经常更换新液，分化时间需根据切片厚度、组织类型及分化液的新旧情况进行调整。分化后自来水冲洗时间应充足。

6. 过碘酸和 Schiff 试剂作用时间非常关键，应根据切片厚度、组织类型等因素灵活调整。

7. 使用苏木素染色液复染细胞核时应控制染色程度，以轻度染色为宜，避免染色过深影响 AB 阳性物质的观察。其目的在于防止细胞质或黏蛋白着色过强，从而掩盖阿利新蓝染色所呈现的蓝色信号。

8. AB—PAS 联合染色技术的染色顺序会对最终结果产生影响。当 PAS 染色在阿利新蓝染色之前进行时，中性黏蛋白和糖原可能呈现紫色；相反，当阿利新蓝染色在 PAS 染色之前进行时，则可使这些物质呈现预期的紫红色。因此，在实验过程中应注意控制染色顺序，以获得理想的染色效果。

9. 试剂开封后请尽快使用，以免影响后续实验效果。

10. 使用本试剂盒染色后不建议再进行免疫荧光等其他的荧光染色。

11. 本产品仅限于专业人员的科学研究用，不得用于临床诊断或治疗，不得用于食品或药品。

12. 为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。;