Modified Van Gieson Staining Kit 

Van Gieson 染色液

Van Gieson 染色 (Van Gieson Staining，VG 染色) 是一种经典的结缔组织染色方法，常用于胶原纤维的显示与鉴别。通常由丽春红 (Ponceau) 与苦味酸 (Picric Acid) 组成的染色体系构成，能够在同一组织切片中对胶原纤维与肌纤维等结构产生明显的颜色对比，从而实现结缔组织成分的有效区分，因此常用于胶原纤维分布、结缔组织结构及纤维化程度的组织学观察与病理学研究。

Van Gieson 染色的原理主要与阴离子染料分子大小及组织结构的渗透性差异有关。通常情况下，分子量较小的染料更容易进入结构致密、渗透性较低的组织，而分子量较大的染料则更倾向于进入结构较为疏松、渗透性较高的组织。在 VG 染色体系中，苦味酸 (Picric Acid, PA) 分子量较小，丽春红或酸性复红类染料分子量相对较大。染色过程中，小分子染料能够优先进入肌纤维等结构，而胶原纤维则与较大的染料分子结合更为明显。因此，经 Van Gieson 染色后，通常可观察到：胶原纤维呈红色，而肌纤维及细胞质等结构呈黄色，从而实现对胶原纤维与肌组织结构的清晰区分。

MCE 改良 Van Gieson 染色试剂盒采用天青石蓝和 Mayer 苏木素对细胞核进行染色，可获得更清晰稳定的核染色效果，并有利于延长染色切片的保存时间。胶原纤维染色采用丽春红 S，具有显色稳定、不易褪色等特点。可区分胶原纤维与肌纤维，并可在一定程度上辅助判断胶原纤维源性肿瘤与肌源性肿瘤，同时适用于观察组织或器官的损伤、修复及纤维化程度等变化。

本品可用于结缔组织及胶原纤维相关研究，适用于组织学观察及相关病理学分析。

天青石蓝染色液：4°C，1 年。避光保存

Mayer 苏木素染色液，乙醇分化液 (酸性)，丽春红 S 染色液，PA 饱和溶液：RT，1 年。

试剂准备

1. 固定液：10% 福尔马林

2. 其他试剂：二甲苯、中性树胶或封片剂、梯度乙醇、蒸馏水等

操作步骤

注：正式染色操作前建议先进行预实验，以确定组织切片的最佳染色条件。

1. 样本固定与包埋：组织经 10% 福尔马林固定液固定后，进行常规脱水、石蜡包埋处理。

2. 切片脱蜡与水化：将组织切片切至 4-5 μm 厚度，按常规方法脱蜡至水化备用。

3. 天青石蓝染色：用天青石蓝染色液滴染切片 2-3 min，随后用水稍作冲洗。

4. Mayer 苏木素染色：用 Mayer 苏木素染色液滴染切片 2-3 min，随后轻轻水洗。

5. 分化处理：将切片置于酸性乙醇分化液中分化约 1-2 s，随后用水冲洗 10 min。

注：常规分化时间为 1-2 s。在分化结束和流水冲洗后，可在显微镜下观察染色效果：若细胞核染色过深，可再次进行 1.5-1 s 分化；若细胞核染色过淡，可再次进行天青石蓝和Mayer 苏木素复染，随后再进行酸性乙醇分化。

6. Van Gieson 染色

6.1 Van Gieson 染色液制备：按丽春红 S 染色液：PA 饱和溶液 = 1:9 (v/v) 的比例配制 Van Gieson 染色液。

注：建议 Van Gieson 染色液现配现用。如染胶原含量较少的组织，也可按 1:7 配制。

6.2 Van Gieson 染色：用Van Gieson 染色液滴染切片 1-2 min。随后快速用水冲洗。

注：a. Van Gieson 染色后也可不进行水洗，但为了避免分化不均匀，因此建议快速冲洗。

b. Van Gieson 染色后的水洗和后续 95% 乙醇脱水应迅速进行，以防丽春红和 PA 洗脱。

7. 脱水处理：用 95% 乙醇快速脱水，随后用无水乙醇脱水 3 次，每次 5-10 s。

8. 透明与封片：经二甲苯脱蜡透明处理后，使用中性树胶或封片剂封片，在显微镜下进行观察并可进行图像采集与分析。

染色结果判读

1. 胶原纤维：呈鲜红色。

2. 肌纤维、胞质和红细胞：呈黄色。

3. 细胞核：呈蓝褐色。

1. 本染色液可采用滴染法或浸染法进行染色；若切片数量较少，建议使用滴染法。

2. 酸性乙醇分化时间应根据切片厚度、组织类型及切片新旧情况适当调整。

3. 试剂开封后请尽快使用，以防影响实验结果。

4. 本产品仅限于专业人员的科学研究用，不得用于临床诊断或治疗，不得用于食品或药品。

5. 为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。